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大鼠胰島細胞培養實驗
發布時間: 2021-12-06 點擊次數: 892次材料與儀器
一周齡Wistar 大鼠
D-Hanks’液 胰蛋白酶 Ⅴ型膠原酶 葡萄糖 碘乙酸
手術剪 手術鉗 眼科剪刀 眼科鑷子 大頭針 手術刀片 培養皿步驟
1. 一周齡Wistar大鼠,斷頸處死,于75%乙醇浸泡15 分鐘,無菌取出胰腺,于冰冷無菌D-Hanks’液中漂洗,用眼科剪仔細清除脂肪、包膜、血管等胰外組織,轉入青霉素小瓶中。
2. 加入少量無菌D-Hanks’液,用眼科剪剪成0.1-1.0 mm3 大小的碎片,用滴管輕輕吸出上層細小脂肪碎塊和油滴,再用無菌D-Hanks’液反復清洗 8——10 次,加入10 倍體積無菌消化酶液[胰蛋白酶-膠原酶消化液: 0.05 g 胰蛋白酶,0.025 g Ⅴ型膠原酶(663 U/mg),0.05g葡萄糖,溶于100ml無 Ca2+、Mg2+的0.01 mol/L PBS(pH 值為 7.4)溶液,用0.22 µm 微孔濾膜濾菌],38℃±1℃消化,消化過程中不斷震蕩,10 分鐘后棄去上清液。
3. 用無菌D-Hanks’液將組織塊清洗 2——3 次,加入新鮮酶液繼續消化,重復上述步驟,此時組織塊邊緣模糊。
4. 將組織塊浸入消化酶液中,38℃±1℃消化10 分鐘,將消化酶液與組織塊分開,組織塊重新加入新鮮消化酶液進行消化;而原消化酶液1500 rpm離心 10 分鐘,取沉淀即為消化下的細胞,重新用無菌D-Hanks’懸浮,離心,重復 1——2 次,再用培養基洗 2——3 次,用培養基懸浮即得細胞懸液。
5. 將消化過的組織塊重復消化5——6 次至組織塊消化*,重復以上操作。
6. 合并幾次所得細胞懸液,計數,調整細胞濃度為 2×105個細胞/mL,將細胞懸液接種于24 孔塑料培養板中,每孔1 ml,置于37℃,5%CO2,飽和濕度培養箱中培養。
7. 由于成纖維細胞貼壁要比胰島細胞迅速,接種15 h 后,輕輕振蕩培養板,將上面未貼壁的細胞接入新的培養板中,可除去部分成纖維細胞。
8. 將新培養板中細胞培養 48 小時后,換新鮮配置的含有2.5 ng/mL 的碘乙酸的培養基培養5 h,可除去絕大部分成纖維細胞,而胰島細胞不受傷害,換不含碘乙酸的培養基洗2次,并換不含碘乙酸的培養基在 37℃、5% CO2,飽和濕度培養箱中培養,每隔 3 天換培養液,獲得單層胰島細胞。
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